Регенерационная способность яблони и груши в зависимости от длительности культивирования in vitro

Оптимизация процессов регенерации при размножении клоновых подвоев и сортов яблони и груши in vitro

Особенности индукции адвентивного органогенеза

плодовых культур

Оценка морфогенетического потенциала клоновых подвоев и сортов яблони и груши в зависимости от химического состава питательной среды. Минеральный состав. При сравнительном изучении сред: Мурасиге-Скуга, Гамборга, Ллойда-Маккауна, №6 только на среде Мурасиге-Скуга наблюдалось формирование адвентивных структур у подвоев и сортов яблони и груши, поэтому эта среда выбрана основной в дальнейших исследованиях. На остальных средах происходило лишь каллусообразование.

Регуляторы роста. Эффективность регенерации плодовых культур в значительной степени определяется содержанием цитокининов и ауксинов в среде и их соотношением. Увеличение соотношения цитокинин : ауксин до 20:1 (БАП 2,0 мг/л и ИМК, НУК 0,1 мг/л) позволило повысить частоту побегообразования у подвоя яблони 62-396 в 5 раз при использовании НУК и в 7 раз при использовании ИМК, по сравнению с 3:1 (БАП 3,0 мг/л и ИМК, НУК 1,0 мг/л). При культивировании листовых пластинок клоновых подвоев и сортов яблони и груши на среде с БАП и ИМК в соотношении 20:1 была выявлена генотипическая реакция растений (рис. 8).

Рисунок 8 – Регенерация клоновых подвоев и сортов яблони и груши из листовых эксплантов (t-критерий Дункана рассчитан отдельно для яблони и груши и каждого вида новообразований).

У яблони регенерационный потенциал в культуре изолированных тканей на 18,3% выше, чем у груши. Существенные генотипические различия на воздействие регуляторов роста наблюдались и внутри рода Malus. Высокая регенерационная способность отмечена у подвоев яблони 62-396, М26, частота побегообразования которых составила 58,3 и 50,0%, соответственно, а у подвоя яблони 57-195 всего лишь 6,6 %. Не удалось индуцировать адвентивный органогенез у подвоев яблони Р16, Р60, Р59, 3-5-44, 3-17-38. У Р16, 3-5-44 наблюдалось лишь нарастание каллусной массы, а у Р59 и 3-17-38 не происходило образования и каллуса. У груши самая высокая регенерационная способность была у груши № 12 с частотой побегообразования 40,0%, значительно ниже у сорта Пхорун (6,6 %) и груши № 10 (1,0 %). Не наблюдался адвентивный органогенез у сорта Осенней Яковлева, но происходило формирование каллуса.

Использование на фоне БАП наряду с ИМК других регуляторов роста (НУК, 2,4-Д) также в соотношении 20:1 оказалось менее эффективным и не позволило существенно повысить частоту побегообразования у подвоев яблони Р22, М26 и груши № 12.

Введение тидиазурона (TDZ), в сочетании с ИМК увеличивает индукцию адвентивного органогенеза на 13,4% у подвоя яблони Р22, а у груши № 12, наоборот, уменьшает. У остальных изучаемых генотипов увеличение частоты побегообразования не наблюдалось.

Углеводы. Исследования по изучению источника углеводов показали, что среды с сорбитом не стимулируют индукцию адвентивного органогенеза в культуре листовых пластинок клонового подвоя яблони 3-5-44. Максимальная регенерация (16,6%) была получена в варианте, содержащем 30 г/л сахарозы.

Влияние типа экспланта и его ориентации на питательной среде на регенерационные процессы. Для индукции морфогенеза использовали: лист с поперек надрезанными жилками (с пролиферации и укоренения in vitro); сегмент стебля (междоузлие) и сегмент корня длиной 5-6 мм. Исследования показали, что самым высоким морфогенетическим потенциалом обладают листья с пролиферации и междоузлия (табл. 4).

Технология беспересадочного культивирования яблони и груши in vitro Текст научной статьи по специальности «Биологические науки»

Аннотация научной статьи по биологическим наукам, автор научной работы — Матушкина О.В., Пронина И.Н.

Разработка технологии депонирования яблони и груши in vitro является одним из перспективных направлений биотехнологии. Она позволяет создать банк ценных генотипов и при необходимости включать их в систему производства сертифицированного посадочного материала. Успешное хранение плодовых и ягодных культур in vitro определяется многими факторами, из которых влияние условий культивирования и регуляторов роста являются наиболее важными, а также следует учитывать цель депонирования. Цель исследований совершенствование основных технологических приемов хранения in vitro , поиск общих закономерностей морфогенеза яблони и груши с учетом их генотипических особенностей. Установлено оптимальное соотношение минерального, гормонального состава питательной среды и углеводов, а также условий беспересадочного культивирования, которые позволяют продлить депонирование эксплантов на этапе собственно микроразмножения в зависимости от генотипа до 12-46 мес., а на этапе ризогенеза до 2-7 мес., сократить количество субкультивирований на 3-5 пассажей за 1 год. Лучшей средой для беспересадочного культивирования является 1/4QL, на которой сохраняется 50-100 % эксплантов. Увеличение содержания сахарозы до 40 г/л продлевает сохранность эксплантов до 24 мес. Совместное введение в состав питательной среды БАП и АБК увеличивает коэффициент размножения у подвоя груши ПГ 12 в 3,8 раз, однако оказывает ингибирующее последействие на формирование дополнительных пазушных почек. Наибольшая длительность хранения микрорастений на этапе ризогенеза наблюдается у подвоя яблони 54-118 7 мес. при 100 % сохранности микрорастений. Использование данной технологии позволяет повысить адаптивность микрорастений ex vitro на 7,7-31,9 %.

Похожие темы научных работ по биологическим наукам , автор научной работы — Матушкина О.В., Пронина И.Н.

The technology of direct cultivation of apple and pear in vitro

Development of technology for deposition of apple and pear in vitro is one of the promising areas of biotechnology that allows you to create a bank of valuable genotypes, and, if necessary, to integrate them in the production of certified plant matheral. Successful storage of fruit and berry cultures in vitro is determined by many factors, of which the influence of culture conditions and growth regulators are the most important, and you should also consider the purpose of the deposit. The aim of the research is the improvement of the main technological methods of storage in vitro , the search for general regularities of the morphogenesis of apple and pear with regard to their genetic characteristics. The optimum ratio of mineral and hormonal composition of nutrient medium, carbohydrates, as well as the conditions of continuous cultivation, which allow to extend the escrow explants on the stage actually micropropagation , depending on genotype, up to 12-46 months and rhizogenesis up to 2-7 months, to reduce the number of subcultivations for 3-5 passages in a single year. The best medium for continuous cultivation is 1 /4QL, which is retained on a 50-100 % of the explants. The increase in the content of sucrose to 40.0 g/l prolongs the preservation of explants for up to 24 months. Joint introduction to the composition of the nutrient medium BAP and ABA increases the rate of reproduction of the pear rootstock PG 12 in 3.8 times, but has an inhibitory aftereffect on the formation of additional axillary buds. The maximum duration of storage of micro plants on rhizogenesis stade is observed in apple rootstock 54-118 7 months at 100 % the safety of the micro plants. The use of this technology allows to increase the adaptability of micro plants ex vitro up to 7.7-31.9 per cent.

Текст научной работы на тему «Технология беспересадочного культивирования яблони и груши in vitro»

Технология беспересадочного культивирования яблони и груши in vitro

The technology of direct cultivation of apple and pear in vitro

Ст. науч. сотрудник О.В. Матушкина, ст. науч. сотрудник И.Н. Пронина (ФГБНУ «Всероссийский научно-исследовательский институт садоводства имени И.В. Мичурина») тел. (47545) 2-07-61 E-mail: invitro82@yandex.ru

Senior Researcher O.V. Matushkina, Senior Researcher I.N. Pronina (Federal State Budget Scientific Institution I.V. Michurin All-Russia Research Institute for Horticulture) tel. (47545) 2-07-61 E-mail: invitro82@yandex.ru

Реферат. Разработка технологии депонирования яблони и груши in vitro является одним из перспективных направлений биотехнологии. Она позволяет создать банк ценных генотипов и при необходимости включать их в систему производства сертифицированного посадочного материала. Успешное хранение плодовых и ягодных культур in vitro определяется многими факторами, из которых влияние условий культивирования и регуляторов роста являются наиболее важными, а также следует учитывать цель депонирования. Цель исследований – совершенствование основных технологических приемов хранения in vitro, поиск общих закономерностей морфогенеза яблони и груши с учетом их генотипических особенностей. Установлено оптимальное соотношение минерального, гормонального состава питательной среды и углеводов, а также условий беспересадочного культивирования, которые позволяют продлить депонирование эксплантов на этапе собственно микроразмножения в зависимости от генотипа до 12-46 мес., а на этапе ризогенеза – до 2-7 мес., сократить количество субкультивирований на 3-5 пассажей за 1 год. Лучшей средой для беспересадочного культивирования является 1/4QL, на которой сохраняется 50-100 % эксплантов. Увеличение содержания сахарозы до 40 г/л продлевает сохранность эксплантов до 24 мес. Совместное введение в состав питательной среды БАП и АБК увеличивает коэффициент размножения у подвоя груши ПГ 12 в 3,8 раз, однако оказывает ингибирующее последействие на формирование дополнительных пазушных почек. Наибольшая длительность хранения микрорастений на этапе ризогенеза наблюдается у подвоя яблони 54-118-7 мес. при 100 % сохранности микрорастений. Использование данной технологии позволяет повысить адаптивность микрорастений ex vitro на 7,7-31,9 %.

Summary. Development of technology for deposition of apple and pear in vitro is one of the promising areas of biotechnology that allows you to create a bank of valuable genotypes, and, if necessary, to integrate them in the production of certified plant matheral. Successful storage of fruit and berry cultures in vitro is determined by many factors, of which the influence of culture conditions and growth regulators are the most important, and you should also consider the purpose of the deposit. The aim of the research is the improvement of the main technological methods of storage in vitro, the search for general regularities of the morphogenesis of apple and pear with regard to their genetic characteristics. The optimum ratio of mineral and hormonal composition of nutrient medium, carbohydrates, as well as the conditions of continuous cultivation, which allow to extend the escrow explants on the stage actually micropropagation, depending on genotype, up to 12-46 months and rhizogenesis up to 2-7 months, to reduce the number of subcultivations for 3-5 passages in a single year. The best medium for continuous cultivation is 1 /4QL, which is retained on a 50-100 % of the explants. The increase in the content of sucrose to 40.0 g/1 prolongs the preservation of explants for up to 24 months. Joint introduction to the composition of the nutrient medium BAP and ABA increases the rate of reproduction of the pear rootstock PG 12 in 3.8 times, but has an inhibitoiy aftereffect on the formation of additional axillary buds. The maximum duration of storage of micro plants on rhizogenesis stade is observed in apple rootstock 54-118 – 7 months at 100 % the safety of the micro plants. The use of this technology allows to increase the adaptability of micro plants ex iritro up to 7.7-31.9 per cent.

С Матушкина О.В., Пронина И.Н., 2016

Ключевые слова: яблоня, груша, собственно микроразмножение, ризогенез, адаптация, длительное хранение, сохранность, in vitro, ex vitro.

Keywords: apple, pear, micropropagation, rhizogenesis, adaptation, long-term storage, preservation, in vitro, ex vitro.

Разработка технологии длительного беспересадочного депонирования растений in vitro является одним из перспективных направлений биотехнологии. Она позволяет создать банк ценных генотипов и при необходимости включать их в систему производства сертифицированного посадочного материала плодовых и ягодных культур.

Успешное хранение плодовых и ягодных культур in vitro определяется многими факторами, из которых влияние условий культивирования и регуляторов роста являются наиболее важными, а также следует учитывать цель депонирования. В связи с этим необходимо создать такие условия, при которых микрорастения погружались бы в состояние покоя и могли находиться в нем длительное время, имея пониженный уровень обменных процессов, фотосинтеза, дыхания и потребляя минимум питательных веществ, подобрать оптимальное соотношение минерального и гормонального состава питательной среды, а также условий культивирования, чтобы не только обеспечить максимальную сохранность микрорастений при депонировании, но последующую их регенерационную способность на этапах собственно микроразмножения и ризогенеза, а также высокий процент приживаемости ex vitro [1, 2].

Цель исследований – совершенствование основных технологических приемов хранения in vitro, поиск общих закономерностей морфогенеза яблони и груши с учетом их биологических особенностей.

Для увеличения интервала между пассажами используют различные приемы, основанные на замедлении роста пробирочных растений, наиболее важным среди которых является не только температура, но и минеральный состав питательной среды, содержание углеводов и биологически активные вещества. Успешное хранение микрорастений плодовых и ягодных культур in vitro определяется многими факторами, из которых влияние температуры является наиболее изученным. Температура в интервале от +4 до +8 °С способствует замедлению роста яблони и груши и увеличению длительности беспересадочного культивирования in vitro.

На этапе введения в культуру in vitro возможно беспересадочное культивирование меристематических тканей подвоев яблони при температуре +4 °С и отсутствии освещенности в течение 3-5 мес., которое не оказывает последующего влияния на коэффициент размножения на этапе пролиферации [3].

Для замедления процесса морфогенеза растительных тканей на этапе собственно микроразмножения целесообразно модифицировать минеральный состав питательных сред. По нашему мнению, максимально возможное беспересадочное культивирование эксплантов в обычных условиях – 4 мес., т.к. в дальнейшем процесс пролиферации прекращается и происходит некроз и гибель эксплантов.

Оптимальной питательной средой для культивирования in vitro яблони и груши является Кворина-Лепуавра (QL). Снижение концентрации макроэлементов в данной среде в 2 и 4 раза позволяет продлить длительность беспересадочного культивирования до 9 мес. у подвоев яблони 76-6-6, 76-8-13, ПБ 9 с сохранением всех эксплантов в отличие от подвоя 76-6-13, у которого 100 % сохранность наблюдается при разбавлении питательной среды только в 4 раза, в то время как на полной среде происходит их гибель (рис. 1). Увеличение длительности депонирования до 15 мес. приводит к гибели всех эксплантов на среде с полным содержанием макросолей.

100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 о

Рис. 1. Влияние минерального состава питательной среды на сохранность подвоев яблони при депонировании в течение 9 мес.

Значительное воздействие на процесс морфогенеза оказывает наличие углеводов в питательной среде, которые, являясь источником энергии, способствуют закладке пазушных почек п росту мпкропобегов. Использование таких углеводов, как сахароза и сорбит, показывает, что оптимальным является сахароза, однако при этом следует учитывать реакцию генотппа. Так, у сортов сохранность экс-плантов на 6,3-41,7 % ниже, чем у подвоя, вне зависимости от типа углевода (табл. 1).

Влияние различных углеводов на сохранность эксплантов яблони

Подвой, сорт Углевод Через 12 мес. Через 21 мес.

Сохранность, % Коэффициент размножения шт/экспл. Сохранность, % Коэффициент размножения, шт/экспл.

Условия и методы культивирования тканей in vitro

Любая ткань растений – это сообщество клеток, и если она изолирована (выделена) из целого организма, то лишена его регулирующего воздействия и питания. Следовательно, одним из принципов метода культуры тканей (клеток) является воспроизведение in vitro условий, близких или идентичных тем, в которых клетки находятся на материнском растении, для обеспечения их полноценного питания и развития.

Тогда при строгом соблюдении этих условий в культуре тканей размножаются (регенерируют) идентичные исходному генотипу клетки и растения. Это одно из направлений использования. Однако если такие условия достигаются и воспроизводятся не в полной мере, то клетка оказывается в относительно иных физико-химических условиях, что приводит к временному и качественному изменению в реализации ее генетической информации.

Смещая в эксперименте временную реализацию генетической информации (с помощью гормональных воздействий), можно наблюдать ее модификацию, а под влиянием различных экстремальных трансформирующих факторов возможно ее изменение в нужном направлении. Клетка в условиях культуры in vitro проявляет цитогенетическую неустойчивость, в результате этого возникают клетки с генетической гетерогенностью, появляются мутанты с измененным морфогенезом, которые могут быть исходным материалом для селекции.

Состав питательных сред и роль их отдельных компонентов

Питательные среды для культивирования изолированных клеток и тканей должны включать все необходимые растениям неорганические элементы: макроэлементы в миллимолярных концентрациях (азот, фосфор, калий, кальций, магний, сера), микроэлементы – в микромолярных (железо, бор, марганец, цинк, медь, молибден и др.), а также органические элементы: витамины, углеводы, аминокислоты и другие (например, гидролизат казеина, мезоинозит и др.).

В зависимости от консистенции существует деление на жидкие и твердые питательные среды.

Для приготовления твердых питательные сред используют агар-агар (0,7-1 %), который представляет собой полисахарид, получаемый из морских водорослей. Обычная его концентрация – 8-10 г на литр среды. Агар обеспечивает диффузию питательных элементов из среды в культивируемые ткани. Вместо агара можно использовать биогели.

Необходимо учитывать, что клетки растений и отдельные компоненты среды (витамины, фитогормоны, агар) чувствительны к определенным концентрациям водородных ионов. Например, агар в кислой среде теряет способность образовывать гель. В зависимости от объектов культивирования рН среды может варьировать от 5,2 до 6,6.

Неорганические элементы. Для роста растений в первую очередь необходимы углерод, кислород и водород. Если кислород и водород присутствуют в воздухе, то источником углерода для культуры изолированных тканей являются органические соединения. Но кроме этого для обеспечения полноценного метаболизма и его регуляции в изолированной культуре необходим ряд макро- и микроэлементов неорганического происхождения.

Макроэлементы присутствуют в среде в концентрациях порядка 10 М. Наиболее значимы из них азот, фосфор, натрий, калий, магний, кальций и сера.

Микроэлементы составляют в среде концентрации 10-6 М. Присутствие их обязательно при культивировании ткани в жидкой среде. По некоторым данным, отсутствие микроэлементов уменьшает интенсивность роста на 40 % в первом пассаже и приводит культуру к гибели в течение двух следующих пересадок. На агаризованой среде растения не так остро реагируют на отсутствие микроэлементов, так как в агаре содержатся многие микро- и некоторые макроэлементы.

Наиболее важными микроэлементами являются железо и медь, потому что они участвуют в регуляторных процессах и окислительно-восстановительных превращениях, входят в состав важных коферментов. Далее следуют марганец, цинк, молибден, кобальт и бор.

Органические составляющие сред. Согласно многочисленным данным, хорошим источником азота является мочевина, особенно для тканей подсолнечника, табака, топинамбура и др.

В качестве дополнительного источника азота в состав сред добавляют аминокислоты (а-аланин, глутаминовую кислоту, глицин, аргинин, аспарагиновую кислоту) или гидролизат казеина – источник аминокислот.

В культуре изолированных тканей растений действие аминокислот значительно варьирует для разных тканей и разных физиологических состояний вводимых в культуру эксплантов. Полностью заменить нитраты как источник азота способны аланин, аргинин, глутаминовая и аспарагиновая кислоты, гликокол, аспарагин, пролин.

Формы аминокислот также по-разному влияют на рост: D-формы -токсичны, L-формы – пригодны. Аминокислоты, внесенные в питательную среду в дополнение к нитратам, могут оказывать стимулирующее, угнетающее и формативное действие на рост культуры тканей. Это зависит как от самой аминокислоты, так и от ее содержания в среде.

Очень часто исследователи заменяют смесь аминокислот гидрлизатом казеина. Последний способен увеличивать содержание никотина в культурах табака и подавлять биосинтез липидов во многих каллусных и суспензионных культурах.

Углеводы являются необходимым компонентом питательных сред для культивирования изолированных клеток и тканей растений, так как в большинстве случаев последние неспособны к автотрофному питанию.

Культуры тканей, даже зеленеющие на свету, не автотрофны в отношении углеводного питания. При изолировании и помещении на питательную среду кусочков хлорофиллоносных тканей они, как правило, теряют хлорофилл.

При выращивании на свету одни ткани остаются лишенными хлорофилла (галловая опухоль партеноциссуса, ткани сердцевинной паренхимы табака и др.). Другие ткани зеленеют на свету, но не способны обеспечивать себя полностью углеводами за счет фотосинтеза, и их необходимо выращивать на питательной средах, содержащих сахар.

При помещении кусочка ткани, изолированного из растения, на питательную среду без сахара его содержание в ткани начинает уменьшаться.

Трата сахаров зависит от сезонных изменений в самой ткани (ткани, взятые весной, теряют сахаров больше) и от содержания ауксинов в среде. При образовании каллуса старая ткань быстро теряет сахара, а в новообразующейся их количество возрастает. При помещении ткани на питательную среду, снабженную сахаром, ткани поглощают и трансформируют сахара. Количество поглощенного сахара и в особенности его превращения в другие формы зависят как от источника сахаров в среде, так и от типа ткани.

Наилучшим источником углеродного питания для большинства тканей является сахароза, обычно применяемая концентрация ее в питательной среде составляет 2-5 %. Чаще всего в качестве углеводов используют сахарозу в концентрации 3 %. Помимо сахарозы в качестве источника углеродного питания можно использовать глюкозу, фруктозу, галактозу и др. После сахарозы наиболее употребляемым источником углеродного питания для культивирования тканей растений является глюкоза. Из 33 исследованных культур (травянистых и древесных) 85 % имели отличный и хороший рост на среде с глюкозой.

На третьем месте по эффективности использования культурами тканей растений стоит фруктоза. Ее успешно используют для своего роста 2/3 культур фруктозу. Галактоза заметно отличается от глюкозы и фруктозы по действию на рост изолированных тканей растений. Более половины изученных культур почти не используют галактозу для роста. Однако есть данные, отмечающие положительную роль галактозы для культивирования тканей и органов растений.

В отличие от изолированных корней, которые могут расти только на среде с сахарозой, другие ткани, обладающие активными гидролитическими ферментами, могут использовать для питания самые разнообразные сахара и полисахариды. Способность ткани усваивать те или иные сахара зависит от ее происхождения. Перенос ткани с более бедной сахаром среды на более богатую обычно не вызывает нежелательных явлений, обратный перенос приводит к некрозам тканей.

Основное действие сахарозы состоит в увеличении уровня образования метаболитов, использование исходно повышенных концентраций сахарозы обычно приводит к росту выхода вторичных метаболитов в культурах. Влияние изначально высоких концентраций сахарозы, вероятно, состоит в увеличении осмотического потенциала среды.
Необходимо отметить влияние условий стерилизации на действие сахаров. При автоклавировании сахароза дает следы глюкозы и фруктозы, а в среде с сахарозой, которая не подверглась специальной очистке, наблюдается образование веществ, стимулирующих рост тканей.

Выращивание хлорофиллоносных и лишенных хлорофилла тканей на свету или в темноте изменяет как содержание растворимых сахаров в ткани, так и соотношение разных их групп. Различия в спектральном составе света также сказываются на углеводном метаболизме тканей.

Витамины принадлежат к активным веществам, играющим существенную роль в культуре тканей. Известно, что в процессе роста растения синтезируют необходимое им количество витаминов. Несмотря на это, исследования показывают, что при внесении витаминов в питательную среду рост ткани улучшается. Большая часть витаминов входит в состав ферментов, катализирующих многие метаболически важные реакции. Витамины делятся на водорастворимые и жирорастворимые.

В состав сред чаще всего включают водорастворимые витамины: тиамин, рибофлавин, биотин, пантотеновую кислоту, пиридоксин, аскорбиновую кислоту. При внесении полной смеси витаминов стимулирующее действие может определяться синергизмом между отдельными витаминами. По наблюдениям Хендерсона, смесь витаминов наиболее активна после слабого роста ткани в предыдущем пассаже.

Действие витаминов на рост культуры тканей зависит от способности ткани синтезировать их в оптимальном или субоптимальном количестве и от состава других компонентов питательной смеси, с которыми витамины могут взаимодействовать синергически или антагонистически. Интересно, что клеточная суспензия, полученная путем помещения ткани в жидкую среду, при пассировании значительно более чувствительна к недостатку витаминов, чем сама ткань. Исключение из среды холина и аскорбиновой кислоты приводит к увеличению одиночных суспендированных клеток. Следует отметить, что в каждом конкретном случае место отдельного витамина в сложной цепи метаболизма различно.

Клетки растений и животных более чувствительны, чем микроорганизмы, к присутствию посторонних ингредиентов, поэтому требуют химически чистых компонентов среды.

Вместе с тем некоторые питательные среды содержат натуральные биологические добавки: жидкий эндосперм кокосового ореха (кокосовое молоко), каштана, картофельный отвар и др. Они являются поставщиками более сбалансированных питательных компонентов по сравнению с искусственными средами.

В целях предотвращения возможного бактериального и грибного загрязнения в среды добавляют иногда такие антибиотики, как полиены (амфотерицин В, нистатин), карбенициллин, цефалоспорин и его производные, левомицитин, аминогликозиды (гентамицин сульфат, канамицин моносульфат), рифамгащин и др. Большинство антибиотиков неустойчиво при нагревании, поэтому их растворы стерилизуют фильтрацией через мембраны.

Наличие макро- и микроэлементов в составе культуральных сред определяется потребностями объектов культивирования. Широко применяемые в настоящее время среды Гамборга В5 и Мурасиге и Скуга (МС) (табл. 4.1, табл. 4.2) содержат по сравнению со средами Уайта значительно большие количества калия, фосфора и микроэлементов.

В настоящее время существует большое количество различных прописей питательных сред для культивирования изолированных тканей и клеток. Их состав зависит от задач культивирования, видов растений и типов эксплантов. Наиболее часто используемая среда Мурасиге и Скуга, впервые была составлена и предложена в 1962 г. Кроме того, в настоящее время широко известны среды Уайта, Нича, В5, N6 и др. (табл. 4.1), отличающиеся набором отдельных составляющих компонентов и их соотношением. Существуют и коммерческие препараты питательных сред, выпускаемые иностранными и российскими фирмами.

МС – самая универсальная среда, пригодная для образования и роста каллуса, индукции морфогенеза у большинства двудольных растений. Среда Гамборга и Эвелега применима для бобовых растений и злаков. Среда Уайта обеспечивает укоренение побегов и нормальный рост стебля после регенерации. Среда Нича рекомендуется для индукции андрогенеза в культуре пыльников.

Источники:

http://dislib.ru/selskohozyaistvo/15071-3-optimizaciya-processov-regeneracii-pri-razmnozhenii-klonovih-podvoev-sortov-yabloni-grushi-vitro.php
http://cyberleninka.ru/article/n/tehnologiya-besperesadochnogo-kultivirovaniya-yabloni-i-grushi-in-vitro
http://medbe.ru/materials/problemy-i-metody-biotekhnologii/usloviya-i-metody-kultivirovaniya-tkaney-in-vitro/