Применение методов экспериментальной аллополиплоидии и культуры зародышей in vitro для получения межродовых гибридов у винограда (семейство vitaceae)

Применение методов экспериментальной аллополиплоидии и культуры зародышей in vitro для получения межродовых гибридов у винограда (семейство vitaceae)

По всем вопросам, связанным с работой в системе Science Index, обращайтесь, пожалуйста, в службу поддержки:

СЕЛЕКЦИЯ МЕЖРОДОВЫХ ГИБРИДОВ ВИНОГРАДА СЕМЕЙСТВА VITACEAE НА ОСНОВЕ ПРИМЕНЕНИЯ МЕТОДОВ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ АЛЛОПОЛИПЛОИДИИ И КУЛЬТУРЫ ЗАРОДЫШЕЙ IN VITRO

Используя метод аллополиплоидии и культуры зародышей in vitro, у винограда после межродовой гибридизации получены растения, но для установления истинности их межродового происхождения необходимы дополнительные молекулярно-генетический и цитогенетический анализы.

‘> Входит в РИНЦ ® : да

‘> Цитирований в РИНЦ ® : 7

‘> Входит в ядро РИНЦ ® : нет

‘> Цитирований из ядра РИНЦ ® : 2

‘> Норм. цитируемость по журналу: 2,574

‘> Импакт-фактор журнала в РИНЦ: 0,57

‘> Норм. цитируемость по направлению: 1,832

‘> Дециль в рейтинге по направлению: 2

‘> Тематическое направление: Agriculture, forestry, fisheries

Получение межродовых гибридов плодовых семечковых растений с применением метода культуры тканей и полиплоидизации in vitro Текст научной статьи по специальности «Биологические науки»

Аннотация научной статьи по биологическим наукам, автор научной работы — Папихин Р.В., Муратова С.А. Муратова

С использованием методов биотехнологии получены гибридные растения из семян, образовавшихся при межродовой гибридизации семечковых плодовых культур . Представлены результаты исследований по переводу на полиплоидный уровень отдаленных гибридов семечковых плодовых культур . Изучено действие амитотиков аценафтена и колхицина на развитие растений в условиях in vitro. Проведен анализ морфологических изменений побегов и устьичного аппарата листьев растений, подвергшихся действию полиплоидизирующих агентов. Подсчет числа хромосом в точках роста корешков растений, полученных на питательных средах с 0,001 и 0,01 % аценафтена или колхицина, подтвердил изменение плоидности гибридов.

Похожие темы научных работ по биологическим наукам , автор научной работы — Папихин Р.В., Муратова С.А. Муратова

METHODS OF TISSUES CULTURE AND POLYPLOIDY in vitro DURING BIGENERIC CROSSING OF PIP ORCHARD CROPS

With the use of biotechnological methods the hybrid plants were obtained from seeds, which arised during bigeneric crossing of pip orchard crops. The results of investigations were presented regarding the induction of polyploidy in distant hybrids of pip orchard crops. The amitotic action of acenaphthene and colchicin on a development of plants was studied in the conditions in vitro. The analysis of morphological changes of sprouts and stomatal mechanism of plant leaves after the treatment by polyploidy chemicals was made. The determination of chromosomes number in root growing points of plants, obtained on nutrient media with 0.001 and 0.01 % acenaphthene and colchicin, confirms the chance of ploidy in hybrids.

Текст научной работы на тему «Получение межродовых гибридов плодовых семечковых растений с применением метода культуры тканей и полиплоидизации in vitro»

СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННАЯ БИОЛОГИЯ, 2011, № 5

ПОЛУЧЕНИЕ МЕЖРОДОВЫХ ГИБРИДОВ ПЛОДОВЫХ СЕМЕЧКОВЫХ РАСТЕНИЙ С ПРИМЕНЕНИЕМ МЕТОДА КУЛЬТУРЫ ТКАНЕЙ И ПОЛИПЛОИДИЗАЦИИ in vitro

Р.В. ПАПИХИН, С.А. МУРАТОВА

С использованием методов биотехнологии получены гибридные растения из семян, образовавшихся при межродовой гибридизации семечковых плодовых культур. Представлены результаты исследований по переводу на полиплоидный уровень отдаленных гибридов семечковых плодовых культур. Изучено действие амитотиков — аценафтена и колхицина на развитие растений в условиях in vitro. Проведен анализ морфологических изменений побегов и устьичного аппарата листьев растений, подвергшихся действию полиплоидизирующих агентов. Подсчет числа хромосом в точках роста корешков растений, полученных на питательных средах с 0,001 и 0,01 % аценаф-тена или колхицина, подтвердил изменение плоидности гибридов.

Ключевые слова: межродовая гибридизация, семечковые плодовые культуры, культура тканей in vitro, индукция полиплоидии, амитотики, цитологический анализ.

Keywords: intergeneric hybridization, seed friut, tissue culture in vitro, polyploidy induction, amitotic, cytological analysis.

Отдаленная гибридизация привлекала многих известных селекционеров прежде всего возможностью включения в селекционный процесс диких предков культурных растений, обладающих ценными свойствами: иммунитетом к заболеваниям, исключительной засухоустойчивостью, зимостойкостью, высоким содержанием биологически активных веществ. Все эти качества приобретают первостепенную актуальность в связи с ухудшением экологической обстановки и климатическими изменениями.

Наибольшие трудности при межвидовой и межродовой гибридизации связаны с преодолением репродуктивной изоляции разных видов. При отдаленных скрещиваниях гибридные зародыши могут погибнуть как на самых ранних стадиях развития, так и позже. Результативность таких скрещиваний низка, завязавшиеся единичные семена характеризуются пониженной всхожестью в естественных условиях. Использование методов культуры тканей in vitro позволяет получить жизнеспособные межродовые гибриды из семян с недостаточно развитыми зародышами, преодолеть влияние негативных факторов на всхожесть и сократить период покоя семян.

Методы эмбриокультуры успешно использовались при межвидовой и межродовой гибридизации косточковых и семечковых плодовых культур. Культивирование изолированных зародышей на стерильных питательных средах повышает их жизнеспособность и способствует прорастанию даже дегенерирующих эмбрионов. Исследования, ведущиеся в этом направлении, достаточно подробно описаны в обзоре М.С. Кастрицкой (1).

В то же время многолетние работы по получению гибридных генотипов и дальнейшему использованию их в селекционной практике нередко заходят в тупик из-за стерильности отдаленных гибридов, причиной которой оказываются многочисленные нарушения в макро- и микроспорогенезе (2). Поскольку у отдаленных гибридов геном, как правило, разбалансирован, то наиболее действенный способ, позволяющий использовать этот ценный генетический материал в селекционной работе, — перевод их на полиплоидный уровень с помощью амитотиков. Полиплоидия облегчает гибридизацию и интрогрессию между видами, даже полностью изолированными на диплоидном уровне, и служит эффективным средством восстановления плодовитости отдаленных гибридов. В результате кратного увеличения числа хромосом изменяется степень выраженности признаков, характер наследования, пластичность формы, ее адаптационные возможности. Полиплоидия — достаточно

широко распространенная в природе геномная мутация, которая может дать дополнительные возможности для выживания организма в экстремальных условиях среды (3). С 1830-х годов и до настоящего времени основным источником получения полиплоидных растений остается обработка меристем-ных тканей полиплоидизирующими агентами (4-6). Наиболее широко и успешно для этих целей используются колхицин (алкалоид растительного происхождения) и аценафтен (продукт переработки каменноугольной смолы). Методы полиплоидизации растительного материала в естественных и лабораторных условиях с использованием семян, растущих побегов и укорененных черенков достаточно широко применялись при отдаленной гибридизации ягодных и плодовых культур, однако для условий in vitro они практически не адаптированы и требуют серьезных модификаций. Так, представляет интерес разработка способов предварительного отбора потенциальных полиплоидов и цитологическое изучение полученных форм с учетом особенностей микрорастений.

Цель наших исследований заключалась в получении отдаленных гибридов с использованием культуры тканей и разработке эффективного метода полиплоидизации in vitro у плодовых семечковых растений.

Методика. В культуру in vitro вводили зародыши, полученные при отдаленных скрещиваниях семечковых растений: сорт Памяти Яковлева (груша) х сорт Дискавери (яблоня), сорт Памяти Яковлева (груша) х форма А1 (яблоня), сорт Северянка (груша) х сорт Дискавери (яблоня), форма А1 (яблоня) х сорт Северянка (груша), сорт Богатырь (яблоня) х сорт Августовская роса (груша), сорт Богатырь (яблоня) х сорт Бере зимняя Мичурина (БЗМ) (груша), сорт Антоновка (яблоня) х сорт БЗМ (груша), сорт Пепин шафранный (яблоня) х сорт Рулго (айва). Семена выделяли из созревших плодов, предварительно выдержанных 2-3 мес в хранилище, аккуратно снимали с них оболочки и извлекали зародыши вместе с семядолями. Экспланты стерилизовали 0,1 % раствором сулемы в течение 1 мин, трижды промывали стерильной дистиллированной водой и высаживали в пробирки на искусственную питательную среду. Образовавшиеся гибридные проростки срезали и помещали на среды размножения (каждому гибридному генотипу присваивали номер). Межродовой рябино-грушевый гибрид № 136 из коллекции Всероссийского НИИ генетики и селекции плодовых растений им. И.В. Мичурина вегетативными почками вводили в стерильную культуру и размножали. Для культивирования гибридных зародышей и почек использовали минеральную основу питательных сред Мурасиге-Скуга (MS) (7) и Кворина-Ле-порье (QL) (8). На этапах введения и микроразмножения полученных проростков в среду добавляли регуляторы роста растений: 6-бензиламинопурин (6-БАП) — 1-2 мг/л, гибберелловую кислоту (ГК) — 0,2-1 мг/л, р-индолил-3-масляную кислоту (ИМК) — 0,1-0,2 мг/л или р-индолилуксусную кислоту (ИУК) — 0,2-0,5 мг/л. На этапе укоренения концентрацию макросолей и сахарозы в питательной среде снижали вдвое. В качестве индуктора ризогенеза применяли ИМК — в составе среды укоренения (0,5-1 мг/л) или в виде водного раствора (50 мг/л), используемого для предварительного замачивания оснований микропобегов в течение 16-20 ч. В последнем случае микрочеренки высаживали на среду укоренения, не содержащую регуляторов роста. В обоих вариантах контролем служили микропобеги, укореняемые на безгормональной среде. Растения культивировали при температуре воздуха 26±2 °С, освещенности 2000-2500 лк и фотопериоде 16 ч/8 ч (день/ночь). Также провели опыты по регенерации адвентивных побегов из изолированных участков семядолей непроросших зародышей и каллуса. Предварительно каждую семядолю разрезали поперек центральной жилке на 3 части, полученные сегменты помещали на среду регенерации на основе солей MS. Для индукции морфогенеза применяли 6-БАП (5 мг/л) в сочетании с одним из ауксинов (ИМК, ИУК или НУК). Соотношение цито-

кинин: ауксин составляло 10:1 и 25:1. Экспланты на средах регенерации культивировали в темноте при температуре 24 °С в течение 12 нед (3 пассажа по 4 нед каждый). Побеги-регенеранты, образовавшиеся на семядолях, срезали и включали в систему клонального микроразмножения гибридов. Укорененные in vitro растения в мае—июне высаживали в грунт в малогабаритные пленочные теплицы с воздушно-капельным орошением. Под пленочным покрытием растения находились 1-1,5 мес, затем пленку снимали; осенью выжившие растения пересадили в питомник (Всероссийский НИИ генетики и селекции плодовых растений им. И.В. Мичурина).

На рябино-грушевом гибриде № 136 и гибридной форме № 14/4 (груша сорта Памяти Яковлева х яблоня сорта Дискавери) матроклинного типа отрабатывали способы перевода растений на полиплоидный уровень в условиях in vitro. Апексы культивируемых in vitro побегов (0,3-0,5 см) высаживали на среды размножения с минеральной основой среды QL, содержащие 6-БАП (2 мг/л), ГК (0,5 мг/л), ИМК (0,2 мг/л), витамины по прописи MS, гидролизат казеина (250 мг/л), полиплоидизирующий агент (колхицин или аценафтен) в концентрации 0,001 % (10 мг/л) и 0,01 % (100 мг/л). Контролем служили побеги, культивируемые на среде того же минерального и гормонального состава, но не содержащей амитотика. Поскольку аценафтен малорастворим в воде (менее чем 0,002 %), он был предварительно смешан с касторовым маслом. Экспланты находились на средах с полиплоидогенными веществами в течение 6 нед, после чего их пересаживали на среду размножения аналогичного состава, но не содержащую амитотиков. Каждый микропобег, полученный на средах с аценафтеном и колхицином, рассматривали как независимую генетическую линию. После достижения побегами длины 1,5 см их укореняли. Предварительный отбор потенциальных полиплоидов осуществляли посредством цитологического изучения устьичного аппарата листьев опытных растений. Анализ размеров и подсчет числа устьиц на каждом побеге проводили, начиная с нижнего листа (1-й лист) микрочеренка и заканчивая самым верхним. Брали листья растений одного пассажа, культивируемых на одной питательной среде. После синхронизации деления в темновой фазе (12 ч) и предварительной обработки парадихлорбензолом (3 ч) меристемные участки корешков растений использовали для подсчета хромосом по методике Л.А. Фроловой с соавт. (9). Данные по каждому генотипу суммировали с учетом местоположения (номера) листа на побеге.

Статистическую обработку выполняли в программе Microsoft Excel.

Результаты. Введение в стерильную культуру семян, полученных в результате отдаленных скрещиваний, проводили в октябре—ноябре без предварительной стратификации, что существенно сократило время получения гибридных проростков. Зародыши проращивали на искусственной питательной среде, исключив этап выдерживания в течение нескольких месяцев при положительных низких температурах. В результате уже через 2-3 мес после сбора плодов практически во всех комбинациях скрещиваний в культуре in vitro были получены проросшие семена. Для увеличения общего числа гибридных побегов и сохранения форм, не образовавших на среде введения развитых побегов с корнями, все образовавшиеся проростки отделяли от семядолей и высаживали на среду размножения. При оптимальном соотношении цитокинина и ауксина на средах регенерации из семядолей непроросших зародышей дополнительно получили побеги-регенеранты в комбинациях: форма А1 (яблоня) х сорт Северянка (груша), сорт Антоновка (яблоня) х сорт БЗМ (груша), сорт Богатырь (яблоня) х сорт Августовская роса (груша), сорт Богатырь (яблоня) х сорт БЗМ (груша) (рис. 1, А). Наиболее эффективными оказались сочетания регуляторов роста 6-БАП (5 мг/л) с ИМК (0,5 мг/л) и 6-БАП (5 мг/л) с НУК (0,2 мг/л). В этих вариантах от 12,5 до 28,4 % эксплантов регенерировали побеги. Число побегов-регенерантов на один эксплант (!/э часть семядоли) составляло 1-4 шт. Клональное

микроразмножение гибридов семечковых культур осуществляли по традиционной модели пролиферации пазушныгх побегов. На модифицированной питательной среде РЬ к концу 2-го пассажа получили жизнеспособные конгломераты из 2-5 почек и побегов в большинстве комбинаций скрещиваний (см. рис. 1, Б).

Рис. 1. Гибридные проростки, полученные в комбинации сорт Богатырь (яблоня) х сорт Бере зимняя Мичурина (груша): А — регенерация побегов из каллуса на участке семядоли, Б — клональное микроразмножение побегов.

На протяжении последующих 3 пассажей происходило постепенное повышение коэффициента размножения побегов. Максимальные значения (до 14 новых побегов за пассаж) отмечали у растений, полученных в комбинациях скрещиваний сорт Богатырь (яблоня) х сорт Августовская роса (груша) и сорт Памяти Яковлеву (груша) х форма А1 (яблоня) через 6 мес после введения в культуру. Изучаемые формы требовали регулярных (не реже чем через 5-6 нед) пересадок, в противном случае происходил некроз верхушек побегов, в особенности у гибридов, материнской формой для которых служила груша.

1. Эффективность культивирования ш уИго и адаптации к нестерильным условиям у гибридов семечковых плодовых растений

Доля эксплантов в культуре, % Коэффициент Частота, %

Форма Комбинация скрещивания стерильных, образовавших размножения укоренения адаптации

живых проростки за 8-й пассаж in vitro in vivo

С1-8 Сорт Богатырь (яблоня) х сорт

Августовская роса (груша) 68,2 10,4 7,8 60,8 23,5

К1-3 Сорт Богатырь (яблоня) х сорт

Бере зимняя Мичурина (груша) 40,0 20,0 6,5 78,3 37,5

Эмбриокультура – культура зародышей

Опубликовано вт, 29/11/2011 – 13:41 пользователем admin

Постгамная несовместимость при удаленной гибридизации возникает после оплодотворения. Часто при этом образуется невсхожие семяна. Причиной этому может быть расхождение во времени развития зародыша и эндосперма. При слабом развитии эндосперма зародыш бывает не способен к нормальному прорастанию. В этих случаях изолируют зародыш и выращивают его на питательной среде. Выращивание зародышей на искусственных питательных средах называется эмбриокультурой или культурой зародышей in vitro. Этот метод основан в 1904 г. Ханнигом. Культивирование in vitro зародышей предусматривает выращивание зародышей на специально подобранных средах в асептических условиях, предварительно изолированных из созревшего (нормально сформированного) семени, из недозрелого семени (на ранних стадиях развития). В первом случае зародыши полностью дифференцированы, во втором – они находятся в разных фазах развития [3, 4].

Практическое значение культуры зародышей, изолированных из созревших семян заключается в ускоренном получении растений из семян, плохо или совсем не прорастающих, а также в выведении зародыша из состояния покоя, который начинается еще во время созревания семян на растении. Состояние покоя зародыша может быть коротким, но иногда для его преодоления нужно применять специальные приемы воздействия на семена, такие как стратификация – действие пониженных температур или скарификация – повреждение кожицы твердого семени в целях повышения способности к набуханию для ускорения прорастания. В основном механизмы состояния покоя и прорастания семян зависят от освещения, температуры хранения, наличия эндогенных ингибиторов. В частности семена некоторых многолетних растений, размножающихся вегетативно, в естественных условиях не прорастают. Метод эмбриокультуры – культура зародышей используют для изучения, а также эффективного преодоления состояния покоя семян. Выращивание в стерильных условиях на искусственных питательных средах позволяет применять различные вещества для преодоления покоя и стимулирования роста зародыша [1].

Во время культивирования изолированных зародышей из созревшего семени обычно используют простую минерально-сахарозную среду без витаминов и регуляторов роста, поскольку биологически активные вещества часто вызывают появление ненормальных форм с искаженными отдельными органами и каллусообразованием [1, 3, 4]. Зародыши, как правило, выделяют из созревшего семени после набухания. Семена стерилизуют, иногда дополнительно обжигают в пламени спиртовки, а затем в стерильных условиях выделяют зародыши. Из сухих семян выделить зародыши труднее, но возможно, если этого требуют условия опыта или культивирования. Культивирование зародышей из созревших семян относительно несложное, поэтому может быть организовано в любой лаборатории биологического профиля.

Зародыши, изолированные на ранних стадиях развития с недозрелого семени или семенных зачатков сразу после оплодотворения, очень маленькие, имеют малые размеры органов, из которых они выделяются, поэтому их культивирования связано с определенными технологическими трудностями. Сложным является подбор питательной среды, которая должно обеспечить развитие зародыша до его нормального состояния в зрелом семени с последующим поддержанием прорастания и роста. Требования к физиологически активных веществам среды разные на разных стадиях развития зародыша. Так, комплексные органические добавки (эндосперм недозрелых кокосовых орехов, каштана или грецких орехов, злаков в стадии молочной спелости) нужны для созревания (дифференциации) зародыша. Однако после дифференциации последнего они могут вызвать ненормальное разрастание органов зародыша, поэтому его переносят на питательную среду другого состава.

Зародыши с недозрелого семени культивируют не только на поверхности агаровой полутвердой среды, но и в жидкой питательной среде, в атмосфере азота. Упомянутые выше условия культивирования зародыша подтверждают тот факт, что зародыш на разных этапах своего развития требует особых, характерных только для данного этапа, условий питания и других внешних факторов. В изолированной культуре выращиваются зародыши не только в стадии, когда преобладают процессы развития собственно зародыша, а и тогда, когда происходят процессы разделения только оплодотворенной яйцеклетки, например на очень ранней стадии 4-х клеток.

Культивирование очень малых, совсем не дифференцированных зародышей характеризуется рядом трудностей, которых можно избежать, выращивая семена зачатка с кусочками тканей, к которым они крепятся и за счет которых питаются (с плацентой). Для этого полностью культивируется завязь с плацентой и семяпочкой, которые впоследствии созревают до проэмбрио или зиготы [1]. Оптимальной длиной неспелого зародыша для получения хорошо развитых и быстрорастущих проростков кукурузы является 4,5 – 5 мм, что характерно зародышам на 14 – 18 суток после опыления в зависимости от условий выращивания [2].

Несмотря на трудности, связанные с выделением и выращиванием завязей из недозрелого семени, метод используется для отдаленных скрещиваний, в результате которых образуется нежизнеспособный зародыш. Если зародыш погибает не в результате генетических отклонений, а в результате несовместимости с эндоспермом, то культивирование зародыша на питательной среде позволяет получить ценные гибридные растения. Таким образом, получены межродовые и межвидовые гибридные растения.

Метод культуры незрелых зародышей зачастую используется тогда, когда невозможно эффективно получить определенную генетическую комбинацию желаемых признаков традиционными методами. В основном барьер несовместимости при развитии гибридного зародыша возникает на средних и поздних стадиях эмбриогенеза. Обычно это проявляется в нарушении развития эндосперма или полном его отсутствии, что приводит к гибели зародышей. Специально подобранный состав компонентов питательных сред для культивирования незрелых зародышей предоставляет все необходимые вещества для нормального развития зародыша и, таким образом, заменяет эндосперм.

Важнейшим требованием при работе с изолированными зародышами является выбор питательной среды, способной поддерживать их рост и развитие. Несмотря на то, что состав питательных сред изменяется в зависимости от вида культивируемых зародышей, очевидно, что чем моложе зародыш, тем выше требования к составу питательных сред. Например, если относительно зрелые зародыши можно выращивать на средах только с добавлением солей и сахарозы, то для нормального развития зародышей, изолированных на ранних стадиях, необходимые витамины, аминокислоты, фитогормоны, а также сложные комплексные добавки в виде экстракта дрожжей, гидролизата казеина, кокосового молока и т.д. Рекомендуется также добавление маннитола и других компонентов, обеспечивающих оптимальное осмотическое давление, необходимое для правильного развития зародыша. Полученные гибридные растения доращивают в условиях теплиц [1]. Экспериментально было доказано, что лучшими режимами для проращивания неспелых зародышей кукурузы следует считать 27 о С круглосуточно и 27 о С в день и -15 0 С ночью, в зависимости от генотипа [2]. Что касается оптимизации состава питательной среды, доказано, что введение в его состав 2,5 г / л активированного угля не отражалось на прорастании, но позволило при приготовлении среды получать более стабильные значения рН [2]. Эта мера позволила независимо от марки агара получать хорошее развитие корневой системы и без повреждений выделять проростки из пробирок и пересаживать в грунт. При необходимости стимулировать прорастание молодых (12-суточных) зародышей следует использовать 1 мг / л 6-БАП [2].

Кроме преодоления нежизнеспособности незрелых зародышей метод эмбриокультуры важен для решения других проблем, в частности получения линий и сортов растений, старые семена которых почти утратил свою жизнеспособность, но одновременно растения очень важны для определенной селекционной программы. В последнее время большое значение приобретает применение эмбриокультуры – культуры зародышей в селекции для получения удаленных серверов гибридов сельскохозяйственных культур [1].

Если гибридные зародыши абортируют на ранних стадиях развития, то изолирование их и культивирование в условиях in vitro не имеет положительных последствий. Нормальное развитие эмбрионов в этом случае возможно из изолированных семенных зачатков. Основные преимущества этого метода в том, что состав питательных сред проще, чем в случае культивирования незрелых зародышей. Более того, семенные зачатки выделяются гораздо легче, чем незрелые зародыши.

Кроме того, метод эмбриокультуры – культуры зародышей позволяет проводить отбор устойчивых к болезням растений на раннем этапе их развития при условии, что реакция взрослого растения совпадает с реакцией проростков, полученных из зародышей [1].

Используя метод эмбриокультуры – культура зародышей для исследования зависимости развития зародышей растения-хозяина и паразита, можно культивировать семена и эмбрионы некоторых облигатных паразитов в асептических условиях in vitro. Таким образом, знание методов прорастания семян и роста эмбрионов, а также их чувствительности к различным компонентам питательной среды способствует установлению контроля над развитием паразита и растения-хозяина с помощью соответствующих химических средств или поиска таких форм растений, которые являются антагонистами паразита.

Применение метода эмбриокультуры – культура зародышей позволяет даже в условиях отсутствия полноценного искусственного климата при минимальных затратах получать дополнительные генерации и в этот способ ускорять селекционный процесс, при переводе линий кукурузы на цитоплазматическую мужскую стерильность [2].

1. Мельничук М.Д., Новак Т.В., Кунах В.А. Біотехнологія рослин: Підручник – К.: ПоліграфКонсалтинг, 2003. – 520с.
2. Сатарова Т.М. Андрогенез та ембріокультура у кукурудзи in vitro .Дис… доктора біол. наук. – Дніпропетровськ, 2002. – 537 с.
3. Шевелуха В.С., Калашникова Е.А., Дегтярев С.В., Кочиева Е.З., Прокофьев М.И. и др. Сельскохозяйственная биотехнология. – М.: Высшая школа, 1998. – 416с.
4. Шевелуха В.С., Калашникова Е.А., Воронин Е.С. и др. Сельскохозяйственная биотехнология. – М.: Высшая школа, 2003. – 469с.

Автор статьи и фото (зародыши кукурузы, полученные in vitro) в статье: Ляпустина Е.В.

Источники:

http://elibrary.ru/item.asp?id=29649609
http://cyberleninka.ru/article/n/17033242
http://bio-x.ru/articles/embriokultura-kultura-zarodyshey