Методы разделения и количественного определения пластидных пигментов листьев

Опыт 4. Количественное определение содержания пигментов в зеленых листьях растений

Количественное определение хлорофиллов, каротинов и ксантофиллов в зеленых растений можно проводить с использованием двух принципиально различных подходов: с предварительным разделением и без него. При этом расчеты проводят как с использованием калибровочных графиков, так и готовых формул с применением известных значений молярных коэффициентов светопоглощения. Стоит учитывать, что результаты анализа без разделения пигментов очень сильно зависят от условий проведения, а также соотношения определяемых веществ и характеризуются более высоким уровнем погрешности.

4.1 Количественное определение пигментов без их предварительного разделения

Количественный анализ без разделения и без использования стандартов заключается в приготовлении вытяжки пигментов, определении оптической плотности полученного раствора на спектрофотометре при длинах волн, соответствующих максимумам поглощения определяемых компонентов, и последующем математическом расчете.

Оптическую плотность вытяжки пигментов, полученной в опыте 1, определяют при длинах волн 662, 644 и 440 нм (в случае 100%-ного ацетона), 663, 644, 452,5 нм (в случае 85%-ного ацетона) или 665, 649 и 440 нм (для этилового спирта), используя кюветы с толщиной поглощающего слоя 10 мм.

Концентрацию хлорофиллов a и b, а также каротиноидов рассчитывают по различным формулам в зависимости от вида и концентрации используемого растворителя:

– для 100%-ного ацетона (по Хольму-Веттштейну)

(1.1)

(1.2)

(1.3)

– для 85%-ного ацетона (по Реббелену)

(1.4)

(1.5)

(1.6)

– для 96%-ного этанола

(1.7)

(1.8)

где – концентрации хлорофиллов a, b и каротиноидов соответственно, мг/ дм 3 ;

– суммарная концентрация хлорофиллов a и b в вытяжке, мг/дм 3 ;

– оптическая плотность вытяжки при длине волн i нм соответственно (толщина поглощающего слоя – 10 мм).

Содержание пигментов в сырой массе исследуемого объекта А, в %, вычисляют по формуле (1.9):

(1.9)

где – концентрация соответствующего пигмента в вытяжке, мг/дм 3 ;

– объем вытяжки, дм 3 ;

– масса навески исследуемого объекта, г.

Содержание пигментов в пересчете на абсолютно сухой исследуемый объект B, в %, определяют по формуле (1.10):

(1.10)

где – массовая доля влаги в исследуемом образце, %.

Для определения влаги в свежей зеленой листостебельной массе исследуемый объект измельчают, хорошо перемешивают и из общей массы берут две параллельные навески по 25-50 г, взвешенных на весах с точностью до 0,001 г. Навески помещают в предварительно высушенные до постоянной массы бюксы. Бюксы с навесками помещают на 20-30 минут в сушильный шкаф, прогретый до 120-130 о С для инактивации ферментов, а затем высушивают при 105 о С до постоянной массы.

Массовую долю в исследуемых объектах , в %, вычисляют по формуле (1.11):

(1.11)

где – масса бюкса с навеской до высушивания, г;

– масса бюкса с навеской после высушивания, г;

– масса пустого бюкса, г.

Результаты опыта приводят в таблице 1.4.

4.2 Количественное определение пигментов после их предварительного разделения

В качестве стандартов при построении калибровочных зависимостей при определении содержания пигментов в зеленых листьях наиболее часто используют раствор Русселя (раствор K₂Cr₂O₇) при анализе каротиноидов и раствор Гетри при анализе хлорофиллов.

Приготовление стандартного раствора Русселя. Химически чистый трижды перекристаллизованный K₂Cr₂O₇ высушивают до постоянной массы. Навеску соли массой 0,36 г, взвешенную с точностью до четвертого десятичного знака, растворяют в дистиллированной воде в мерной колбе вместимостью 1 дм 3 . Стандартный раствор Русселя по оптической плотности соответствует раствору каротина с концентрацией 2,08 мг/дм 3 .

Приготовление стандартного раствора Гетри. В стаканчик вместимостью 50 см 3 помещают взвешенные с точностью до четвертого десятичного знака навески (2,85 г) и K₂Cr₂O₇ (10 г). В мерной колбе объемом 1 дм 3 , в которую предварительно вносят 100 мл водного раствора аммиака с массовой долей 7%, растворяют навески солей. Уровень раствора в колбе доводят до метки дистиллированной водой. Стандартный раствор Гетри по оптической плотности соответствует раствору водорастворимых производных хлорофилла с концентрацией 85 мг/дм 3 .

Серию калибровочных растворов готовят путем разбавления стандартных растворов в колбах объемом по 100 см 3 . Данные для построения калибровочных графиков приводят в таблицах 1.5 и 1.6.

Экстракция и свойства пигментов растений

В работе раскрыты теоретические вопросы классификации, строения, физико-химических свойств и функций пигментов растений. В практической части описаны методика и наблюдения по выделению хлорофилла, каротиноидов, флавоноидов из разнообразного растительного сырья методом бумажной хроматографии и методом Крауса; описаны проведённые опыты по изучению свойств пигментов: взаимодействие с кислотами, щелочами, бромной водой, перманганатом калия. В заключении сделаны выводы и приведён список источников.

Скачать:

Предварительный просмотр:

Научное общество учащихся «Эврика»

Муниципальное бюджетное образовательное учреждение

Московского района г.Н.Новгорода

Экстракция и свойства пигментов растений

Выполнила: Любивая Алина

ученица 8 б класса

Глава 1 Пигменты растений…………………………………………………. 4

1. Определение, классификации и функции пигментов растений………. 4

1. Определение…………………………………………………………………. 4
2. Классификации и функции пигментов растений………………………….….4

1.2.1. Классификация пигментов растений по физиологическим функциям…. 4

1.2.2. Классификация пигментов растений по строению. Функции пигментов растений……………………………………………………………………………. 6

1.2.3. Физико-химические свойства пигментов растений……………………….13

1. Экстракция пигментов из растений…………………………………………. 14
2. Методы разделения пигментов………………………………………………..15

3.1. Разделение пигментов по Г. Краусу………………………………………….15

3.2. Хроматографический метод…………………………………………………..15

Глава 2 Практическая часть. Пигменты как объект химического эксперимента

2.1. Экстракция хлорофилла и опыты с ним……………………………………..16

2.2.1. Экстракция пигментов из зелёного растительного сырья………………..16

2.2.2. А) Доказательство влияния магния на цвет хлорофилла ………….……..16

Б) Получение хлорофиллоподобных производных цинка и меди (II)…….……17

2.2.3. Действие щёлочи на хлорофилл (щелочное омыление)….……………. 17

2.2. Методы разделения пигментов листьев растений…………………………………………………………………………….18

2.2.1.Разделение фотосинтетических пигментов методом бумажной хроматографии………………………………………………………………….….18

2.2.2.Разделение пигментов по Краусу……………………………………….…..19

2. 3. Экстракция каротиноидов из биомассы и опыты с ними..……………. 20

2.3.2.Определение групп каротиноидов в корнеплодах моркови……………. 21

2.3.3. Качественное определение двойных связей в молекуле каротина……. 22

2. 4. Экстракция флавоноидов (антоцианов) из биомассы и опыты с ними…..23

2.4.1. Получение водной вытяжки………………………………………………. 24

2.4.2. Цветные качественные реакции на флавоноиды – взаимодействие

Пигмент (pigmentum) в переводе с латинского «краска». Пигментами называются вещества, избирательно поглощающие свет в видимой части солнечного света.

Природные красители находятся в генеративных (пыльце, цветках, плодах, семенах) и вегетативных органах растений (листьях, корнях, побегах). Синяя, фиолетовая, красная окраска цветков, плодов и листьев зависит от присутствия в клеточном соке пигментов, относящихся к группе антоцианов. Жёлтая окраска цветков, плодов, листьев, коры и других частей растений в большинстве случаев обусловлена пигментами группы оксифлавонов и оксифлавонолов. Листья растений зелёного цвета благодаря хлорофиллу. Окраска многих плодов (помидоры, цитрусовые), подземных органов растений (морковь) и цветков (жёлтый люпин) вызвана наличием жёлтых пигментов группы каротиноидов (ликопин, каротин, ксантофилл). Эти пигменты обусловливают и жёлтую окраску осенних листьев. Хлорофилл и каротиноиды, нерастворимые в воде, в отличие от антоцианов и флавонолов, находятся в пластидах (хлоропластах и хромопластах).

Растительные пигменты выполняют множество функций, например, их окраска привлекает насекомых-опылителей и птиц, распространяющих семена. Многие природные пигменты принимают участие в фотохимических процессах.

Природные пигменты нашли применение как красители в пищевой, текстильной промышленности и в качестве главного составляющего компонента, определяющего цветовой тон художественных красок.

Я учусь в художественной школе, рисую акварельными красками и при знакомстве с предметом химии мне стало интересно, из каких веществ изготавливают краски. Изучая состав акварельных красок, узнала, что их можно изготовить на основе растворов пигментов антоцианов, полученных из окрашенных частей различных растений.

Красота и разнообразие цвета пигментов и способы их извлечения из растительного сырья увлекли меня: я решила получить подробное представление о пигментах, самостоятельно их выделить из растений и провести опыты с ними.

Объект исследования: растительные пигменты.

Предмет исследования: физико-химические свойства хлорофиллов, каротиноидов и флавоноидов.

Цель работы: получение экстрактов пигментов из растительного сырья и исследование их физико-химических свойств.

1. Проанализировать научную и научно- популярную литературу по проблеме пигментов.

2. Систематизировать сведения о классификации, строении и физико-химических свойствах пигментов.

3. Изучить процесс экстракции пигментов из растительного сырья.

4. Приготовить вытяжки хлорофиллов, каротиноидов и флавоноидов из растений и провести опыты с ними.

В процессе работы мы использовали следующие методы :

1.Изучение и анализ литературы.

Данная работа состоит из титульного листа, содержания, введения, основной части, практической части, заключения и списка источников.

Во введении определены цель, задачи и методы работы. В основной части раскрыты вопросы классификации, строения, физико-химических свойств и функций пигментов растений. В практической части описаны методика и наблюдения по выделению пигментов из разнообразного растительного сырья и проведённые опыты по изучению свойств пигментов. В заключении сделаны выводы и приведён список литературы.

Глава 1 Пигменты растений

1.Определение, классификации и функции пигментов растений

Пигменты растений (от латинского слова pigmentum — краска) — это окрашенные вещества, входящие в состав клеток и тканей растений. Цвет пигментов определяется наличием в их молекулах хромофорных групп , избирательно поглощающих свет в определённой части видимого спектра солнечного света. Биологические пигменты играют важную роль в жизнедеятельности растений и других живых существ.

Растительных пигментов очень много. Они содержатся в пластидах клеток– хлоропластах и хромопластах, некоторые находятся в клеточном соке растений (вакуолях, везикулах).

Окраска пигментов растений (и самих растений) зависит от химического строения, pH среды, температуры, наличия в структуре ионов металлов. Окраска растения зависит и от строения ткани, в которой содержатся пигменты: ее толщины, количества межклетников, формы клеток эпидермиса, плотности находящегося на поверхности клеток воскового налёта.

1. Классификации и функции пигментов растений

1.2.1. Классификация пигментов растений по физиологическим функциям

По физиологическим функциям различают фотосинтетические и нефотосинтетические пигменты.

В хроматофорах и хлоропластах содержатся пигменты, непосредственно участвующие в осуществлении процесса фотосинтеза. Эти пигменты относят к фотосинтетическим. Они представлены молекулами, способными поглощать кванты света определенной длины волны, часть световых волн отражается. В зависимости от спектрального состава отраженного света пигменты приобретают окраску – зеленую, желтую, красную и др.

В настоящее время различают на три группы:

зелёные ( хлорофиллы ) (см. ниже), желтые ( каротиноиды ) (см. ниже), растительные желчные пигменты ( фикобилины ).

Каротиноиды и фикобилины называют вспомогательными, или сопровождающими, пигментами, поскольку энергия квантов света, поглощённых этими пигментами, может передаваться на хлорофилл.

Фикобилины – красные и синие пигменты, содержащиеся у некоторых водорослей и цианобактерий. В основе химического строения фикобилинов лежат четыре пиррольные группировки в виде открытой цепочки. Фикобилины представлены пигментами: фикоцианином (тёмно-голубой), фикоэритрином ( окисленный фикоцианин), фикоцианобили́ном (голубого цвета), фикоэритробили́ном — (красный фикобилин ).

Рис. 2. Фикоэритробили́н

Красные водоросли в основном содержат фикоэритрин, а цианобактерий — фикоцианин. Фикобилины образуют прочные соединения с белками (фикобилинпротеиды). Связь между фикобилинами и белками разрушается только кислотой. Красные водоросли в основном содержат фикоэритрин. Фикобилины концентрируются в особых гранулах (фикобилисомах), тесно связанных с мембранами тилакоидов.

Нефотосинтетические пигменты подразделяют на три больших класса: каротиноиды, беталаины, антоцианы ( из класса флавоноиды).

1.2.2. Классификация пигментов растений по строению. Функции пигментов растений

Пигменты в зависимости от своего строения подразделяются на несколько классов: Каротиноиды, Флавоноиды, Порфирины , Хиноны.

Каротиноиды —групповое обозначение ряда (свыше 300) пигментов желтого, оранжевого или красного цвета. Это наиболее распространённый класс биологических пигментов. Обнаружены у всех без исключения растений .

К каротиноидам относятся каротин (оранжевый), ксантофилл (желтый), ликопин , лютеин и другие.

Большинство каротиноидов представляют собой высокомолекулярные углеводороды тетратерпены и тетратерпеноиды , производные изопрена: оранжевый каротин С 40 Н 56 либо окисленные углеводороды – желтый ксантофилл С 40 Н 56 О 2 .

Рис.3. Каротиноиды. Альфа-каротин

Рис. 4. Каротиноиды. Ликопин

Рис. 5. Ксантофиллы. Кантаксантин

Рис. 6. Ксантофиллы. Криптоксантин

Каротиноиды придают окраску большинству оранжевых овощей и фруктов , придают жёлтый цвет листьям и цветам, защищают ткани от окисления кислородом на свету. Они всегда присутствуют в листьях, но перекрываются зелёным цветом хлорофилла. Название пигментам этого типа дал ученый М. С. Цвет в честь одного из пигментов, содержащегося в оранжевых корнеплодах моркови («carotte» по – латински – морковь). Желтая, оранжевая и красная окраска красного перца, кукурузы, тыквы, кабачков и перезрелых огурцов, баклажанов, помидора, дыни, а также многих цитрусовых обусловлена присутствием в них разнообразных каротиноидных пигментов. Из лекарственных растений каротин содержится в плодах облепихи, рябины, шиповника, в цветках ноготков, листьях грецкого ореха, в траве сушеницы топяной, череды трёхраздельной и других.

В листьях и плодах растений каротин локализуется в хлоропластах вместе с ксантофиллом.

Флавоноиды . Известно более 6500 флавоноидов (по- латински «flavus» означает «желтый»).

С химической точки зрения флавоноиды — гетероциклические фенольные соединения , флавоноиды представляют собой гидроксипроизводные флавона ( собственно флавоноиды ),

2,3-дигидрофлавона ( флаваноны ), изофлавона ( изофлавоноиды ),

4-фенилкумарина( неофлавоноиды ), производные флавана ( катехины , лейкоантоцианы ),

а также флавоны с восстановленной карбонильной группой ( флаванолы ). Зачастую к флавоноидам относят и другие соединения, в которых имеются два бензольных ядра, соединенных друг с другом трехуглеродным фрагментом — халконы , дигидрохалконы и ауроны .

В их число входят антоцианы , обуславливающие наиболее яркие цвета растений — красные, пурпурные, синие части цветов и плодов . Антоцианы – растительные гликозиды , содержащие в качестве агликона (неуглеводной части) антоцианидины — замещённые 2- фенилхромены .

Ф лавонолы , ауроны , халконы определяют жёлтую и оранжевую окраску плодов, листьев и цветов. Разнообразие оттенков желтого цвета достигается как изменением концентрации флавонов и флавонолов, так и присутствием в соке растений солей кальция и магния, увеличивающих интенсивность окраски.

Флавоноиды принимают участие в окислительно-восстановительных процессах растений, в защите растений от неблагоприятных воздействий ультрафиолетовых лучей и низких температур, в процессе оплодотворения высших растений, обеспечивают огромное разнообразие окрасок цветков и плодов, что привлекает насекомых и тем самым способствуют опылению. Катехины и лейкоантоцианы являются родоначальниками дубильных веществ. Катехины в значительной мере обусловливают антиоксидантные свойства многих растительных продуктов. Полезные защитные свойства катехинов могут быть проиллюстрированы на примере чая.

Антоцианы не только придают яркую окраску частям растений. Эти пигменты, появляющиеся в листьях и стеблях при воздействии пониженных температур, служат своего рода “ловушкой” солнечных лучей. В молодых побегах и листьях растений антоцианы ранней весной превращают световую энергию в тепловую и защищают их от холода. Усиленное образование антоцианов в клетках растений происходит при остановках синтеза хлорофилла, при интенсивном освещении ультрафиолетовыми лучами. К осени они накапливаются в листьях, изменяя (совместно с каротиноидами) зеленый наряд природы на красно-желтый. Считается, что антоцианы защищают растения и от вредного воздействия солнечного цвета на цитоплазму. Антоцианы предохраняет растения и окружающую среду от кислотных газов промышленных предприятий. На засоленной почве некоторые растения приобретают повышенную способность к накоплению антоцианов, предохраняя себя от вредного действия почвенных солей, не дают возможности образоваться в клетках другим токсическим соединениям.

Химические формулы некоторых представителей флавоноидов приведены в таблице1.

Методы разделения и количественного определения пластидных пигментов листьев

• Главная
• Список секций
• Химия
• Анализ выделяемых пигментов растениями, выращенными в различных условиях, методом тонкослойной хроматографии

Анализ выделяемых пигментов растениями, выращенными в различных условиях, методом тонкослойной хроматографии

Автор работы награжден дипломом победителя II степени

Анализ микрообразцов многокомпонентных смесей веществ является традиционной задачей аналитической химии. Одними из наиболее удобных методов разделения таких смесей являются хроматографические, в частности тонкослойная хроматография (ТСХ). ТСХ благодаря простоте и скорости выполнения широко применяется в предварительных экспериментах, но требует навыков и тщательности в исполнении. Этот метод незаменим при анализе большого количества образцов (например, для оценки чистоты медицинских препаратов), применяется также для идентификации веществ и установления подлинности с помощью «свидетеля». [4]

Методика ТСХ по сути является трехфазным процессом: сорбент, элюент, окружающая среда. Поэтому необходимо учитывать и минимизировать влияние внешних факторов (температуры, влажности). Традиционной проблемой является оптимизация состава подвижной фазы и правильный выбор сорбента (неподвижной фазы).

В качестве объекта исследования было выбрано растение кресс-салат.

Целью нашей работы стало сравнение состава растительных пигментов растения, экземпляры которого произрастали в разных условиях.

Для достижения данной цели были поставлены задачи:

выращивание экземпляров растения в комфортных и ненадлежащих условиях (низкой освещенности, чрезмерного тепла);

сравнение физико-химических свойств традиционных растворителей, применяемых в ТСХ;

сравнение физико-химических свойств сорбентов;

отработки методики ТСХ на модельной смеси липофильных красителей.

экспериментальное подтверждение пригодности различных подвижной и неподвижной фаз для выбранного объекта анализа;

Что представляет собой метод тонкослойной хроматографии?

Тонкослойная хроматография – способ разделении смеси веществ, основанный на различном сродстве этих веществ к неподвижной фазе (сорбенту) и подвижной фазе (элюенту). Компоненты, имеющие высокое сродство к сорбенту, остаются на старте хроматограммы или медленно продвигаются с фронтом растворителя. Количественно это свойство отражает показатель R _f . Элюент движется под действием капиллярных сил.

­­Хроматография была изобретена Михаилом Семёновичем Цветом. В 1903 г. н а съезде естествоиспытателей и врачей он сделал доклад «Методы и задачи физиологического исследования хлорофилла», в котором впервые рассказал о методе адсорбционной хроматографии. Цвет долгое время решал задачу разделения пигментов зеленого листа, очень близких по своим свойствам. Так, каротиноиды (благодаря которым осенью у листьев появляется яркая окраска) невозможно отделить, пока не разрушатся хлорофиллы.

Метод, который применил М. С. Цвет, называется колоночной хроматографией. Другим вариантом хроматографии является плоскостная (бумажная и тонкослойная).

Современная плоскостная хроматография была разработана в 1938 г. Н. А. Измайловым и позже была доработана М. С. Шрайбером. С тех пор этот метод активно используется во всем мире. [7]

Силикагель − наиболее распространённый сорбент. Его получают полимеризацией кремниевой кислоты, получаемой гидролизом или воздействием соляной кислоты на силикат натрия. Силикагель является гидрофильным сорбентом, частично растворимым в воде при 20 о С.

Рис 1. Структура силикагеля

Оксид алюминия – второй, часто используемый в ТСХ сорбент (обладает большей полярностью чем силикагель). Его получают дегидратацией гидроксида алюминия. При нагревании происходит удаление воды с образованием структуры Al‑O‑Al, имеющей в составе основные гидроксильные группы.

На слоях оксида алюминия возможно хорошее хроматографическое разделение кислот, спиртов, фенолов или аминосоединений. Более размытые зоны следует ожидать для карбонильных соединений, эфиров, которые не способны образовывать водородные связи с орбентом.

Рис. 2. Классификация сорбентов по их свойствам [4]

В качестве элюентов для тонкослойной хроматографии часто используются органические растворители. Применяя элюенты, очень важно следить за их чистотой. В основном используют, только двухкомпонентные смеси, так как при использовании более двух растворителей результаты трудновоспроизводимы­­. Взаимную растворимость растворителей иллюстрирует схема на рис. 3.

Рис. 3. Взаимная смешиваемость растворителей [6]

Виды тонкослойной хроматографии

По способу продвижения элюента различают типы ТСХ: восходящая, нисходящая горизонтальная (рисунки 4, 5,6).

Рис 4. Восходящая хроматография [4]

Рис. 5,6. Нисходящая (вертикальная) и горизонтальная хроматография [4]

В соответствии с коэффициентами распределения разделяемые компоненты переносятся подвижной фазой вдоль слоя сорбента, образуя отдельные зоны. Положение каждой зоны характеризуется величиной R _f ( rate fraction – дословно «фракционная норма») – физический смысл которой определяется отношением скоростей движения зоны определяемого вещества и элюента. На практике измерить эту величину довольно трудно. Величину R _f , называемую подвижностью, экспериментально определяют как отношение расстояния l , пройденного веществом от точки нанесения пробы до центра зоны, к расстоянию L , пройденному элюентом от линии старта до линии фронта элюента за то же время.

Величина R _f является индивидуальной характеристикой соединения, хроматографируемого в данном растворителе в условиях опыта, и изменяется от 0 до 1. Оптимальным для практической ТСХ является интервал изменения R _f от 0,2 до 0,8. При R _{f =} 0 вещество не движется, при R _f = 1 вещество не задерживается неподвижной фазой и движется с фронтом растворителя.

1.7 Ультрафиолетовый хроматографический облучатель

Ультрафиолетовый облучатель предназначен для определения веществ по их люминесценции под действием УФ облучения. Выпускаются УФ-кабинеты двух типов: УФС 254/365, УФО-254.

При облучении УФ с длиной волны 365 нм разделенные вещества на пластинах флюоресцируют яркими пятнами разного цвета. Чувствительность детектирования в таком свете увеличивается с ростом интенсивности облучения. При облучении УФ с длиной волны 254 нм изменяется окраска веществ и контрастность.

В зависимости от хроматографической системы выбирают подходящую длину волны облучения.

Ультрафиолетовый облучатель (в нашей работе это УФС 254/365) дает возможность увидеть наличие некоторых пигментов на сорбенте, которые не видно при дневном свете.

1.8 Спектры поглощения растительных пигментов

Пигменты – важнейшие компоненты фотосинтеза. Их относят к трем классам: хлорофиллы, фикобилины и каротиноиды.

Все фотосинтезирующие растения, включая все водоросли, а также цианобактерии, содержат хлорофиллы группы а (рис. 8). Хлорофилл b представлен у высших растений, зеленых водорослей и представителей эвгленовых.

Хлорофиллы хорошо растворяются в этиловом эфире, бензоле, хлороформе, ацетоне, этиловом спирте и не растворяются в воде.

Для наблюдения флуоресценции хлорофилла, его нужно экстрагировать в неполярный растворитель, а после облучить экстракт УФ лампой.

При замещении атома магния протонами в молекуле хлорофиллов образуется феофетин. Резко выраженные максимумы поглощения хлорофиллов лежат в красной и синей частях спектра. В диэтиловом эфире максимумы поглощения хлорофиллов группы а находятся в областях 660-663 нм и 428-430 нм, хлорофилла b в пределах 642-644 и 452-455 нм. Хлорофиллы слабо поглощают оранжевый и желтый свет и совсем не поглощают зеленые и инфракрасные лучи.

Рис. 8. Структурная формула хлорофилла a и b [2]

Каротиноиды присутствуют (рис. 9) в хлоропластах всех растений и являются жирорастворимыми веществами.

К каротиноидам относят три группы соединений: оранжевые или красные пигменты каротины, желтые ксантофиллы, каротиноидные кислоты – продукты окисления каротиноидов с укороченной цепочкой и карбоксильными группами. Каротины и ксантофиллы хорошо растворимы в хлороформе, бензоле, сероуглероде, ацетоне. Каротины легкорастворимы в предельных углеродах и диэтиловом эфирах, и почти нерастворимы в более полярных метаноле и этаноле.

Их основными функциями являются: участие в поглощении света в сине-фиолетовой и синей частях спектра (400-500 нм), защита молекул хлорофиллов от фотоокисления и участие в кислородном обмене при фотосинтезе.

Рис. 9. Структурная формула каротиноида [2]

Это красные и синие пигменты, содержащиеся в хроматофорах некоторых водорослей (рис. 10). К фикобилинам относятся фикоцианин и фикоэритрин (окисленный фикоцианин). Фикобилины поглощают свет в зеленой и желтой части видимого спектра (фикоэритрин 495-565 нм, фикоцианин 550-615 нм).

Рис. 10. Структурная формула фикобилина [2]

2. Экспериментальная часть

2.1 Методика анализа методом ТСХ

Подготавливают пластины необходимого размера (ширина 1,0-2,0 см, длина 10‑15 см). Иглой отмечают линию старта на расстоянии 1,0-1,5см от начала пластинки и линию финиша на расстоянии 0,5‑1,5 см от конца пластинки.

На линию старта по центру пластины наносят исследуемую смесь объемом 5‑20 мкл микропипеткой. Пластинку высушивают.

В хроматографическую камеру помещают элюент (толщина слоя жидкости 0,5‑1,0 см) и фильтровальную бумагу, пропитанную элюентом. Закрывают камеру и оставляют на некоторое время для насыщения парами растворителя.

Помещают пластинку в камеру. Растворитель начинает подниматься по пластине под действием капиллярных сил, увлекая за собой компоненты анализируемой смеси.

По достижении линии финиша фронтом растворителя пластину достают из камеры и высушивают. [3]

Пластину помещают в облучатель УФС 254/365 и оценивают фактор удерживания для компонентов растительных пигментов. [5]

Оптимизация состава смешанного растворителя

В предварительной серии экспериментов для разделения растительных пигментов использовали чистые растворители − неполярные, малополярные и неполярные. В таблице 1 приведены свойства растворителей при температуре 25 о С (диэлектрическая проницаемость ε, температура кипения и динамическая вязкость η). Для сравнения в таблицу включены свойства воды.

Таблица 1. Свойства некоторых растворителей для ТСХ [1]

Источники:

http://lektsii.org/14-32447.html
http://nsportal.ru/ap/library/drugoe/2018/05/30/ekstraktsiya-i-svoystva-pigmentov-rasteniy
http://school-science.ru/7/13/40783